Myxomatóza u králíků – články o veterinární medicíně Svoy Doctor

Zájem mnoha badatelů o hloubkové studium onemocnění předního segmentu oka je vysvětlen složitostí a rozmanitostí patologických procesů probíhajících v rohovce. Mezi očními onemocněními, která mají největší lékařský a sociální význam, jsou na prvním místě zánětlivá onemocnění orgánu zraku. Ulcerózní léze rohovky tvoří 47 % až 70 % všech jejích onemocnění [1]. Kterýkoli ze široce známých původců hnisavé infekce může způsobit onemocnění orgánu zraku. Je známo jen málo mikroorganismů, které postihují pouze oko: Koch-weeksův bacil, Moraxella lacunata, Corynebacterium xerosis. Všechny ostatní bakterie způsobují zánět nejen oka, ale i dalších orgánů. Obecná zásada, že infekce je určena především virulencí mikroorganismu a rezistencí lidského těla, obecně platí přímo i pro oční bulvu. Zároveň má oční infekce své vlastní charakteristiky díky jedinečnému anatomickému umístění a struktuře oka.

Vysoký výskyt hnisavých lézí rohovky lze posuzovat z různých zdrojů. Podle našich údajů, které pokrývají více než 12 tisíc pacientů, tvoří bakteriální vřed jako primární infekce 27,6 %, sekundární infekce rohovky 30,2 % [2]. Mezi původci konjunktivitidy, blefaritidy a vředů rohovky jsou grampozitivní koky na prvním místě co do četnosti. Ve studii 2945 stěrů u pacientů s konjunktivitidou byla mikroflóra detekována v 58,57 % případů, z nichž nekoagulační Staphyl. spp. tvoří 67,94 %, Staphyl. aureus 14,72 % a Staphyl. epiderm 3,30 %.

Bakteriální vřed v pokročilém stádiu je nebezpečné a zrak ohrožující onemocnění, které se vyznačuje rychlostí a závažností klinického obrazu. Jedná se o destruktivní infekci, která může vést k slepotě, pokud není zahájena včasná a adekvátní léčba. Současně existující metody léčby této patologie nejsou vždy účinné, proto je hledání adekvátních modelů pro experimentální studium nových léků relevantní. Modely bakteriálního vředu rohovky používají výzkumníci nejen ke studiu účinnosti nových léků, ale také ke studiu patogeneze, nových typů konzervativní, chirurgické a laserové léčby vředů rohovky.

Náš přehled literatury ukázal, že téměř všichni zahraniční autoři používají podobné modely bakteriální keratitidy pro experimentální model bakteriálních infekcí rohovky. Téměř všechny tyto modely používaly pro infekci kmen Staphylococcus aureus. To je vysvětleno skutečností, že Staphylococcus aureus je původcem bakteriálních lézí rohovky ve 25–31 % případů mezi převládajícími grampozitivními mikroorganismy v etiologii [3].

Analýza modelů bakteriálních vředů rohovky u králíků

Mezi existujícími modely lze rozlišit tři hlavní směry modelování:

1. pomocí intrastromálních injekcí bakteriální suspenze

2. používání infikovaných kontaktních čoček

3. s poškozením integrity rohovky

1. Modely bakteriálních vředů rohovky vytvořené pomocí intrastromálních injekcí bakteriální suspenze

Jednou z prvních studií stafylokokové infekce rohovky na modelu keratitidy u králíků bylo stanovení účinnosti antibiotik. Model keratitidy byl vytvořen pomocí intrastromálních injekcí bakteriální suspenze a poté byly aplikovány testované antibakteriální léky. A. Kupferman a H. M. Leibowitz [4] tak popsali model keratitidy u králíků s použitím intrastromální injekce stafylokokové suspenze jako vysoce reprodukovatelný model. V tomto ohledu se model stafylokokové keratitidy neustále používá ke studiu antimikrobiálních léků [5, 6], stejně jako protiinfekčních obranných faktorů podílejících se na onemocnění [7].

JL Baum a kol. [8] použili intrastromální jehlovou injekci stafylokokové suspenze do rohovky králíků za intravenózní anestezie (ketamin a chlorpromazin) k vytvoření modelu ulcerózní keratitidy. Autoři neuvedli hloubku injekce suspenze do stromatu. Po 24 hodinách byla zahájena studie účinnosti různých metod podávání léků. ME Sanders a kol., Firat Zafer Mengeloglu a kol.

Jiní výzkumníci [9-10] podávali bakteriální kmeny králíkům intrastromálně a začali studovat účinek léků nikoli po 24, ale po 16 hodinách. Haoran Jiang a kol. a X. Wu a kol., stejně jako předchozí výzkumníci, použili intrastromální podání S. aur., ale začali studovat účinek léků po 8 hodinách [11-12]. Zahraniční autoři intrastromálních modelů rohovkových vředů ve svých článcích často neuváděli, jaké známky bakteriálního poškození rohovky (keratitida nebo vředy) se vyvíjejí. Některé z výše uvedených modelů bakteriálních infekcí rohovky u králíků přitahují pozornost díky rychlosti provedení a časnému zahájení studie. Intrastromální model bakteriální keratitidy je také užitečný pro studium chemoterapie a patologických reakcí, které se vyskytují během intrastromálního stádia infekce. Pro studium počátečních zánětlivých procesů a přiblížení modelu skutečnému průběhu bakteriální keratitidy je potřeba model keratitidy, který zohledňuje všechny fáze patogeneze rohovkového vředu bakteriální etiologie, model, který zahrnuje počáteční články patogeneze – porušení integrity rohovky, poškození jejího epitelu [13].

2. Modely bakteriálních vředů rohovky vytvořené pomocí infikovaných kontaktních čoček

Alternativou k modelu intrastromální keratitidy je model využívající experimentální namáčení kontaktních čoček v suspenzi před jejich umístěním na skarifikované rohovky králíka [14-15]. Tento model byl použit ke studiu patogeneze bakteriálních lézí rohovky způsobených S. aureus. Autoři [16] uvádějí, že enzym fosfolipáza A2 králičích leukocytů, obsažený v slzách, dokáže rychle neutralizovat S. aureus. Tento enzym štěpí kyselinu arachidonovou z bakteriální membrány a při rozsáhlém štěpení aktivuje poškození membrány bakteriální autolytické enzymy, které podporují destrukci buněčné stěny bakterií [17]. Na základě toho bylo navrženo, že baktericidní aktivita fosfolipázy A2 v lidských slzách by měla být součástí obranného systému proti stafylokokové infekci.

Někteří badatelé [14] navrhli zvýšit reprodukovatelnost modelu stafylokokové keratitidy s kontaktní čočkou pomocí spermidinu (inhibitor fosfolipázy A2). V experimentu byli použiti novozélandští bílí králíci. S. aur. Kontaktní čočky určené pro oči králíků (Gelflex Laboratories, Perth, Austrálie) byly inkubovány v 1,5 ml suspenze. Po 30 minutách byl do každé infikované čočky, která již byla namočená v bakteriální kultuře, přidán 1 ml 50 mM spermidinu (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO). Poté bylo na každé oko králíka po 60 minutách, 30 minutách a během aplikace kontaktních čoček nakapáno 40 μl spermidinu (50 mM). Skarifikace na rohovce králíka byly provedeny třemi rovnoběžnými škrábanci (22 mm dlouhé) uprostřed každé rohovky pomocí jehly o průměru 8. Infikované kontaktní čočky byly poté umístěny na každé oko králíka pod mihotavou membránu a ponechány na místě po celou dobu experimentu. Po umístění čočky byly oči králíků opět ošetřeny 30 μl spermidinu (60 mM) v čase 90, 40 a 50 minut. Změny byly hodnoceny na stupnici od 0 do 4 bodů pro 7 parametrů (injekce, chemóza, infiltrát rohovky, edém rohovky, fibrin v přední komoře, tvorba hypopyonu a iritida). Výše uvedená metoda modelování rohovkového vředu u králíka je atraktivní pro další studium faktorů protiinfekční ochrany oka a zvláštností průběhu bakteriálních lézí rohovky.

3. Modely bakteriálních vředů rohovky vytvořené s narušením integrity rohovky

Ve všech níže uvedených modelech se vyskytuje stádium poškození rohovkových vrstev v různých oblastech a do různé hloubky několika způsoby s následnou infekcí, což umožňuje získat výraznější obraz ulcerózního procesu při bakteriálním poškození rohovky, blízký obrazu u lidí. Podle autorů trvá rozvoj rohovkového vředu u králíků od 24 hodin do 3 dnů. V řadě případů autoři [18] modelovali bakteriální rohovkový vřed traumatickou erozí s následnou instilací suspenze hemolytického stafylokoka. Autoři poznamenávají, že za podmínek stejného chovu zvířat se 48 hodin po infekci poškozené rohovky vyvinul vřed o velikosti 4×4 nebo 5×5 mm s hojným hnisavým výtokem, infiltrací rohovky, chemózou, hypopyonem, ačkoli objem eroze primárně aplikované na zdravou rohovku králíka není uveden.

K.A. Kazakova [19] ve své experimentální části práce, která se zabývala zdůvodněním použití diodového laserového koagulátoru, použila model vytvořený skarifikací epitelu rohovky v centrální zóně a jednostupňovou intrastromální injekcí laboratorního kmene Staphylococcus aureus, získaného na katedře mikrobiologie RUDN. Druhý den se u králíků postupně rozvinula zánětlivá reakce oka: injekce spojivky, hojný hlenohnisavý výtok, objevil se edém rohovky, v oblasti infekce rohovky se vytvořil šedožlutý infiltrát, povrch se postupně stal nerovným, vytvořil se ulcerózní defekt a v přední komoře se vytvořil hypopyon. Studie byla zahájena po rozvoji exsudativně-destruktivního zánětu třetí den po infekci.

Za pozornost stojí také modely, které kvantitativně zohledňují průměr primárního defektu rohovky při svém vzniku, a tím vedou k výskytu kvalitativně i kvantitativně podobných rohovkových vředů. Tak A.V. Kolesnikov a kol. [20] provedli studie s použitím modelu rohovkového vředu u králíka podle metody N.A. Adamovové [21]. V centrálních částech rohovky králíka byl trepanem o průměru 5 mm vytvořen zářez hluboký 150 μm, v němž byla rohovka stratifikována a oddělené vrstvy byly odstraněny. Do vzniklého defektu byla vtírána jedna standardní klička čisté kultury S. aureus. Po 5 hodinách se u všech zvířat objevil mírný otok očních víček, hnisavý výtok a výrazná smíšená injekce oční bulvy. Ve středu rohovky se vytvořil hnisavý infiltrát o průměru asi 4 mm, nažloutlé barvy a střední intenzity. Po instilaci methylenové modři podle infiltrátu byl zjištěn epiteliální defekt o velikosti 4,5-55,56 mm. Kolem infiltrátu byl přítomen perifokální edém, byla zaznamenána difúzní infiltrace stromatu okolní rohovky. Tekutina v přední komoře oka byla opaleskující, zornice nereagovala na světlo. V 2 % případů se vyvinul hypopyon o velikosti 2,5-1 mm. 3.-3. den experimentu klinický obraz hnisavého vředu odpovídal stadiu infiltrace, 7.-7. den experimentu se vyvinul edém očních víček, hnisavý výtok přetrvával, v některých případech se dokonce zvyšoval. 21.-11,1. den se infiltrace rohovky zmenšila jak co do plochy, tak i intenzity. Podle autorů začal v 24 % případů proces tvorby jizevnaté opacity rohovky. U všech zvířat se hnisavý vřed vytvořil do XNUMX hodin po infekci stafylokokovou kulturou. Autoři poznamenávají, že experimentální stafylokokový hnisavý vřed rohovky se vyznačoval výrazným hnisavým destruktivním procesem v rohovce s pomalou regenerací, dlouhodobým zapojením cévního traktu do procesu, vysokou frekvencí vaskularizace rohovky s tvorbou hrubých opacit, takže model lze považovat za adekvátní pro experimentální studium účinnosti nových léků v léčbě hnisavého vředu rohovky.

Pomocí modelu rohovkového vředu dle metody N. A. Adamovové byl studován systémový a lokální stav volných radikálů; bylo prokázáno, že rozvoj experimentálního stafylokokového rohovkového vředu je doprovázen rozvojem lokálního a systémového oxidačního stresu, což umožňuje jeho budoucí využití ke studiu patogeneze. Model T. K. Volkoviče a I. V. Samsonovové [22] se od výše uvedené metody liší mírně větší hloubkou počátečního defektu rohovky a způsobem infekce.

V.V. Fedunenko [23] navrhl pro experimentální studii model rohovkového vředu s rozšířením zóny defektu rohovky z 5 na 7,5 mm. Experimentální model rohovkového vředu byl vytvořen vrstvením rohovky (7,5mm trepanací) a následnou infekcí povrchu vředu 1 ml kultury. Jeden den po modelování ulcerózního defektu rohovky a infekci kmenem S. aur. vykazovali králíci jednotný klinický obraz: těžká hyperémie spojivky po celém povrchu, hojný hnisavý výtok a barvení epiteliálního defektu o průměru 7,5 mm během fluoresceinového testu. Vyvinutý experimentální model rohovkového vředu podle názoru autora umožňuje dlouhodobé studium procesů epitelizace a strukturování vrstev rohovky, což je dáno závažností patologického procesu.

Metoda modelování infekční ulcerózní keratitidy podle I. Ya. Novitského [24] spočívá ve vytvoření dutiny uprostřed rohovky a zavedení suspenze patogenních mikroorganismů do ní. Po epibulbární anestezii se oční bulva fixuje šlachou horního svalu a subkonjunktivální injekční jehlou připojenou ke stříkačce se vstříkne do rohovky ve 12 hodinách v oblasti limbu. Pod kontrolou štěrbinové lampy se konec jehly zavádí směrem ke středu v povrchových vrstvách stromatu rohovky. Stlačením pístu stříkačky se pomalu zavádí vzduch, který způsobuje stratifikaci rohovky a vytvoření dutiny o průměru 4 mm, a do vzniklé dutiny se zavádí 0,03 ml suspenze kultury hemolytického stafylokokového kmene. U žádného ze zvířat nedošlo k úniku suspenze. Druhý den po zavedení stafylokoka se u všech králíků objevil blefarospasmus, hlenohnisavý výtok a hyperémie spojivek. V místě injekce byl pozorován hluboký infiltrát rohovky, jehož velikost odpovídala ploše delaminace (2 mm). 4. den infiltrát ve všech případech ulceroval, vyvinul se hypopyon o výšce 3-2 mm, edém a hyperémie duhovky. Objevil se typický obraz hnisavého vředu rohovky s hypopyonem. 4. den dosáhl vřed rohovky u všech zvířat průměru až 5 mm a hloubky až 6-0,3 mm.

Pozornost si zaslouží i následující model infekčně-traumatického poranění rohovky u králíků [25-26], ve kterém byl po lokálním znecitlivění očí králíka 1% roztokem dikainu proveden pod operačním mikroskopem skalpelem s diamantovým kotoučem řez rohovky obou očí přibližně na ½ tloušťky jejího stromatu, ustupující od horního limbu o 2 mm ve 12-13 hodinách. Následně byla v tloušťce rohovky vytvořena dutina, stromatu bylo mikrochirurgickou špachtlí zcela stratifikováno a následně bylo aplikováno 0,1 ml suspenze S. aur. Nevýhodou modelu je příliš hluboký průnik do rohovky, vznik dutiny v hluboké vrstvě stromatu, čímž dochází k významnému traumatickému poranění s možnou tvorbou abscesu a závažným průběhem s přetrvávající opacitou rohovky.

M.M. Bikbov a kol. [27] provedli trepanaci rohovky do hloubky přední 1/3 stromatu pro modelování bakteriální keratitidy a vytvořili kapsu, do které byla zavedena bakteriální suspenze kmene S. aur. v dávce 0,1 ml. Dále byla provedena deepitelizace rohovky s následnou instilací bakteriální suspenze. Tento experimentální model je blízký mechanismu vzniku a rozvoje bakteriální keratitidy v praktické oftalmologii, zejména traumatické etiologie.

Optimální model bakteriálního rohovkového vředu u králíků by měl být snadno, rychle a ve vysokém procentu případů reprodukovatelný a měl by také zohledňovat všechny fáze patogeneze bakteriálních rohovkových vředů. Intrastromální model je rychle a snadno reprodukovatelný, ale nezohledňuje počáteční články patogeneze. Modely využívající měkké kontaktní čočky jsou poměrně složité a nákladné na reprodukci, ale jsou slibné pro studium různých aspektů patogeneze infekčních lézí rohovky. Zvláštní pozornost si zaslouží modely bakteriálních rohovkových vředů s porušením jejich integrity a podobné, protože ve větší míře splňují výše uvedené požadavky optimálního a univerzálního modelu. Modely s porušením integrity rohovky umožňují vytvářet patogeneticky podložené modely rohovkových vředů u králíků. Umožňují zohlednit pronikání infekčního agens do tloušťky rohovky zvenčí, protože nejčastěji se na rozvoji keratitidy podílejí přední vrstvy. Za zmínku stojí, že tvorba modelu rohovkového vředu blízkého lidskému modelu vylučuje významné poškození rohovky, proto jsou podle našeho názoru nejatraktivnější modely ty, které zohledňují objem poškození rohovky a neumožňují hrubé trauma jejích hlubokých vrstev.

Zdrojová strana: 70-74

Králičí myxomatóza je infekční, vysoce nakažlivé onemocnění virového původu, které postihuje spojivky, kůži, podkoží hlavy, zevní genitál s tvorbou nádorovitých plomb na kůži. Poprvé byla tato nemoc zaznamenána v Uruguayi v roce 1898. Myxomatóza byla v Rakousku a Francii používána jako biologická zbraň v boji proti divokým králíkům, což zpočátku vedlo k masovým epizootiím, ale poté se patogenita kmene patogenů snížila a mortalita se snížila.

V Ruské federaci začalo šíření této nemoci v roce 2005.

Původcem tohoto onemocnění je virus obsahující DNA, který přetrvává v prostředí po poměrně dlouhou dobu. Zajícovci jsou citliví v domácích i divokých podmínkách, stejně jako některé druhy myší a krys.

Nemocná i uzdravená zvířata, která již nevykazují příznaky, představují nebezpečí pro zdravá zvířata. Virus se přenáší sekrety z očí, nosu, pohlavním stykem, kontaminovanou potravou, předměty péče, lidmi a také ektoparazity (blechy, vši, klíšťata), hmyzem sajícím krev (komáři).

Ohniska onemocnění se proto objevují především koncem jara a začátkem léta, i když se onemocnění může objevit po celý rok.

Tato nemoc nepředstavuje nebezpečí pro lidi.

Zvířata, kterým se podaří přežít, jsou nositeli viru velmi dlouho a pro zdravé jsou zdrojem onemocnění. Kojící mláďata jsou odolná kvůli mateřským protilátkám, které vstupují do těla s mlékem.

Období, než se objeví příznaky, je od 2 do 20 dnů. Průběh onemocnění je akutní.

Onemocnění se projevuje 2 formami – klasickou a nodulární.

V klasické formě dosahuje úmrtnost 100 %. Je charakterizována poškozením kůže očních víček, sliznic očí, objevují se červené skvrny na uších, nosu a tlamě. Dochází k potížím s dýcháním v důsledku nahromadění hnisavého výboje v nosu. Může se vyvinout pneumonie.

Nodulární forma onemocnění probíhá příznivěji. Úmrtnost zvířat je 70-90%. Na kůži očních víček, tlapek, hřbetu a hřbetu nosu se objevují uzliny, po 10-14 dnech se stanou nekrózou. Pokud zvíře přežije, tato místa se zahojí do měsíce.

Na začátku onemocnění teplota stoupá na 40-41*, při vzniku uzlů klesá.

Diagnóza se provádí především podle charakteristických zevních znaků a také podle výsledků histologického vyšetření postižených oblastí.

Léčba ve většině případů není příliš účinná, a protože toto onemocnění je epizootické a může postihnout celou populaci králíků, v podmínkách skupinového ustájení je nemocná populace zničena a podezřelé jsou okamžitě očkovány.

V podmínkách domácí izolace je onemocnění méně časté. A v této situaci je králík milovaným mazlíčkem a členem rodiny, takže lékaři vynakládají veškeré úsilí, aby zachovali život a zdraví domácího mazlíčka.

Léčba by proto měla být zahájena co nejdříve, což dává naději na výraznější efekt.

Zvíře by mělo být drženo v teplé místnosti, protože tento virus se v teplých podmínkách přestává množit.

V boji proti onemocnění se používají antibiotika a imunomodulátory. Poškozená místa se ošetřují kožními antiseptiky a používají se hojivé masti.

Pokud lékaři nad touto nemocí zvítězí, doporučuje se karanténa po dobu 3 měsíců a sledování zvířete.

Bojovat s nemocí je samozřejmě mnohem obtížnější než jí předcházet. Naštěstí existují docela účinné metody prevence myxomatózy – očkování.

V Rusku se používá suchá vakcína s živou kulturou z kmene B-82 viru myxomatózy

Existuje také další vakcína, která zahrnuje další nebezpečnou nemoc zajícovitých – Virové hemoragické onemocnění – Přidružená vakcína proti VHD a myxomatóze.

Jsou-li chováni ve skupinách v bezpečných a ohrožených oblastech, jsou očkováni jednou od 1.5 měsíce věku, včetně králíků během jakéhokoli období březosti.

Ve znevýhodněných oblastech začínají ve věku 45 dnů, mláďata jsou přeočkována po 3 měsících.

Lze použít jiný očkovací režim – 2x ročně v září a březnu. Mladá zvířata se očkují 1 týden po odstavení od matky.

Očkování bohužel nezaručuje absenci onemocnění. K tomu dochází kvůli nedodržení termínů očkování, v důsledku čehož se nevytváří intenzivní imunita. A také později provádění preventivních očkování, pak. Když se zvíře již nemocí nakazilo. Předpokladem úspěšného očkování je včasná a pravidelná léčba proti ektoparazitům a endoparazitům, kokcidiím.

Nedovolte cizím lidem komunikovat s králíky. Protože člověk může být nositelem této nemoci.

Dodržování hygienických a hygienických pravidel údržby – vyměňte podestýlku, seno a krmte včas. Nedoporučuje se nechávat domácí králíky volně se pást na neznámém území.

Povinnou podmínkou prevence tohoto onemocnění je kromě očkování karanténa nově příchozích zvířat.